轉載自：現代遺傳教程公眾號
基因驅動（gene drive）是指通過特定技術手段實現某種等位基因在種群中的頻率發生大幅度變化，乃至一個等位基因的固定與另一個等位基因的消失。這種變化不是通過自然選擇引起的，相反，有時還會引起種群適應度的降低。這裡所描述的這樣一種等位基因恰恰正如道金斯筆下所謂的「自私基因」。本文將對基因驅動的提出、CRISPR/Cas9技術出現以前的基因驅動嘗試和原理、CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術與應用、野外基因驅動技術實現的可能性以及基因驅動安全防範措施等方面，淺入深地對基因驅動做一個儘可能全面的介紹。
一、基因驅動的提出
孟德爾遺傳定律已深入人心。減數分裂時，同源染色體彼此分離，非同源染色體自由組合，所以同源染色體上的等位基因進入不同的配子中。人工改良或者自然突變得到顯性基因（自然選擇和遺傳漂變不起作用）在種群中的頻率會隨着群體數量的增加而被稀釋（圖1上）。即使在自然選擇和遺傳漂變朝着有利於該基因頻率增加的方向作用時，等位基因頻率升高的速率仍然有限。在孟德爾式遺傳中，自然選擇和遺傳漂變決定了等位基因頻率。但實際上，自然界中有很多類型的自私基因，它們會在種群中不斷地擴散自己，即使是使種群付出一定的適應性代價也是如此。基因驅動便是利用這些自私的基因元件，實現目標基因在種群中頻率的增加。基因驅動系統中的驅動基因能夠將與自己不一樣的等位基因轉換為和自己一樣的基因，從而提高基因頻率（圖1下）。
1968年，由麥克林托克最先提出的轉座子已經得到科學界的普遍認可。轉座子作為自私基因的代表，其概念得到普遍認可後，基因驅動概念的提出便顯得自然而然。C.F. Curtis於1968年提出基因驅動。其認為可以利用轉座子來驅動抗病蟲害基因在群體中的擴散，達到抗病蟲害的目的。舉個例子來說，如果我們將抗瘧疾的基因導入瘧原蟲的寄主蚊子，最初導入的抗病基因可以通過自私基因元件從而插入到蚊子基因組中。而純合型蚊子和野生型蚊子雜交後，得到雜合體。雜合體中的自私基因元件又會將另一個等位基因修改為抗病基因，從而實現雜合體變為純合體。如此方式，繁衍幾代後，抗病基因將會種群中擴散開來（圖1下）。
可惜的是，1968年技術仍然相當有限。C.F. Curtis設想的利用轉座子來實現基因驅動只能停留在理論[1]。轉座當時只能通過輻射來誘導，這會導致大量突變的產生。再者，測序和DNA重組等技術都還沒有出現，使得這一設想難以實現。
圖1孟德爾遺傳（上）和基因驅動（下）效果示意圖[2]
二、CRISPR/Cas9技術出現以前的基因驅動嘗試
隨着技術和基礎研究的發展與深入，一系列成果相繼出現。越來越多的新的自私基因元件被發現，如歸巢內切酶基因（homing endonuclease genes），減數分裂驅動基因（meiotic drive genes）和沃爾巴克氏體（Wolbachia）等。DNA重組技術和測序技術的完善也為基因驅動的嘗試提供了條件。
（一）轉座子介導的基因驅動
轉座子可以分為複製型轉座子和非複製型轉座子。複製性轉座子通過DNA的「複製和粘貼」模式插入基因組中。非複製型轉座子通過DNA「剪切和粘貼」的模式實現位置的跳轉，不會增加轉座子的數目。基因驅動一般採用的是複製型轉座子（如果運用非複製性轉座子則需要引入雙鏈切口而引發同源修復）。通過將驅動基因插入轉座子內部，通過轉座子的轉座活性，實現驅動基因數目的增加（不一定插入等位基因座），使得種群中攜帶驅動基因的個體數目增加（圖2）。
使用轉座子介導的基因驅動時，有以下幾個問題需要注意。需要使用轉座活性高的轉座子，如蚊子中Hermes、Minos、Mos1和piggyBac等轉座子。活性高的轉座子可以縮短驅動基因得到固定的時間，同時可以抵抗自然選擇等因素對驅動基因的負選擇。再者，最好選擇位點特異性的轉座元件，因為其結果具有較好的可預測性，同時可以降低轉座元件隨機插入對細胞正常基因組的損傷。最後，需要對所使用的轉座元件有更深入的了解，如轉座如何誘導啟動，如何關閉，轉座頻率如何調節，如何控制位點專一性等。因為只有充分了解，才能適時的開啟和關閉轉座，避免轉座對生命進程的影響，如可能影響精子活性等。
圖2轉座子介導的基因驅動示意圖[3]
（二）歸巢內切酶介導的基因驅動
歸巢內切酶介導的基因驅動是CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動出現之前應用得最為成功的基因驅動方法。歸巢內切酶，顧名思義，就是酶基因回歸到基因組中並切割基因組DNA。編碼歸巢內切酶的基因如果僅存在於一條染色體上，其轉錄和翻譯後，會靶定在另一條沒有該酶的同源染色體的同一位點上，並利用其內切酶活性，造成DNA雙鏈斷裂。而斷裂的雙鏈可以利用非同源末端連接（可以發生在細胞周期的任意時期，即生化教材中易錯修復，現有觀點認為易錯修復實際上並不易錯，可以參看參考文獻[4]）和同源重組修復（僅發生在S期）來進行雙鏈斷裂修復。（以上兩個概念對於理解基因驅動以及實際的操作非常重要）。值得一提的是歸巢內切酶的來源比較特殊，可以分為三類（圖3）。第一類編碼歸巢內切酶的基因位於內含子內，第二類歸巢內切酶由蛋白質的內蛋白子切割產生（可以參看《現代遺傳學教程》第3版245頁）[20]，第三類歸巢內切酶由獨立的基因編碼和產生[5]。
圖3.歸巢內切酶來源和作用機制[5]
倫敦帝國學院的Nikolai Windbichler等人在2011年首次在動物體（蚊子）中利用I-SceI歸巢內切酶（在雄性精子中特異性表達）模擬了基因驅動的過程（圖4）。該研究小組通過構造三種不同的轉基因蚊子，即Donor line、Reporter line、Target line（參考圖4a、d，注意：有功能的GFP在圖中呈綠色）。通過Donor line、Reporter line雜交，Reporter line上的歸巢內切酶識別位點被酶切割後，可以發生前面提到的非同源末端連接和同源重組修復。當發生前一種情況的時候，GFP可以被激活，當發生後一種情況的時候，GFP仍然失活。因此，該系統通過雄性雜合個體（TH）和雌性野生型（不含GFP）雜交，觀察後代GFP表達的情況，可以估計非同源末端連接的比例。同理，通過Donor line和Target line雜交，當發生同源重組修復的時候，會導致GFP失活。因此該系統通過雄性雜合個體（TH）和雌性野生型（不含GFP）雜交，統計後代GFP +和GFP -個體比偏離1:1的程度可以估計發生同源重組的概率。該小組利用這個系統，進一步以不同比例的雄性雜合體和雌性野生型培養，統計後代中GFP表達的情況來觀察由I-SceI歸巢內切酶介導的基因驅動情況[6]。
以上提到的只是歸巢內切酶介導的基因驅動的一種不成熟、適用性不強的策略，因為其需要實現構造三種不同的轉基因蚊子，然後用這些轉基因蚊子做一個動態的模擬。然而自然界的蚊子並不存在這些轉基因後形成的內切酶識別位點。所以歸巢內切酶介導基因驅動的另一個策略是通過蛋白質工程突變和篩選（可以使用定向進化策略），來形成不同的具有特異識別位點的歸巢內切酶，從而實現靶定特異的位點。這個方法需要特別多的勞動力，但同時特異性比較好，脫靶的可能性低。
圖4.蚊子中歸巢內切酶介導的基因驅動示意圖[6]
（三）減數分裂驅動基因介導的基因驅動
長期以來，普遍的觀點認為減數分裂產生的不同配子的個數比例為1:1。經驗上來說也確實應該是這樣。但是在生物中很少很少情況是絕對的。實際上，減數分裂過程中，很多因素會影響到產生配子的比例，如減數分裂驅動基因。減數分裂驅動基因能夠造成包含或者不包含該基因的配子不能形成或者形成無功能的配子。其作用機制紛繁多樣，如圖5中，一條染色體上的基因產物SD作用於另一個染色體上的敏感位點，而自身同一位點不敏感，從而導致包含有敏感位點的染色體不能形成有活性配子[3]。再比如，有的配子會通過合成「毒藥」蛋白和「解藥」蛋白，前者擴散到整個配子囊中，後者保留在配子內，因此不含有解藥基因的配子便會死亡[7]。這兩個例子並不能直接用於人工的基因驅動。我們需要將驅動基因和該減數分裂驅動基因偶聯在一起，同時要保證後者功能性不減少。但可想而知，由於目標驅動基因缺乏複製性，所以其在種群內的擴增只能是線性的，不能是指數型的。同時非常可能由於目標驅動基因自身的突變導致自身失活，但同時由於其仍然偶聯在減數分裂驅動基因中，進而導致失活目標驅動基因的擴增。值得一提的是，一個卵母細胞減數形成一個卵細胞和三個極體，近期研究表明，染色體分配進入極體和卵細胞同樣也是不均等的。具有較大着絲粒的染色體更容易進入卵細胞[8]。
圖5.減數分裂驅動基因作用機制舉例[3] [7]
（四）沃爾巴克氏體介導的基因驅動
沃爾巴克氏體是一類在昆蟲中廣泛存在的寄生細菌，通過細胞質而遺傳，因而可以在群體中擴散，並且其可以促進昆蟲對其它病原體的抗性。於是很多人嘗試通過讓該細菌感染非天然寄主來增加寄主對其它病原體的抗性。按蚊（Malaria mosquito）是瘧疾傳播的媒介，通過讓沃爾巴克氏體感染按蚊，建立穩定的遺傳，進而可以增加按蚊對瘧原蟲的抗性，減少瘧疾的傳播。中山大學-密歇根州立大學聯合熱帶病媒介控制中心奚志勇2013年在《science》發文，他們團隊通過大規模的篩查，找到了能夠在按蚊中穩定遺傳的沃爾巴克氏體，且感染該細菌對按蚊的適應性影響不是太大。通過實驗發現，該病原體可以在種群中擴散開來，且可以提高按蚊對瘧原蟲的抗性。其機制可能在於沃爾巴克氏體通過某種方式持續刺激按蚊的免疫系統，提高了對瘧原蟲的免疫能力[9]。
按照本文開頭所說的，基因驅動是指通過特定技術手段實現某種等位基因在種群中的頻率發生大幅度變化，乃至一個等位基因的固定與另一個等位基因的消失。你可能就會說這個沃爾巴克氏體和基因驅動似乎就扯不上關係了。對於遺傳現象的理解不要簡單化。實際上，所謂基因驅動更廣義上可以理解為雜合子產生的配子或者染色體或者等位基因比例不是1:1的現象。這種現象可以由於，不同配子的存活能力不同引起，也可以由於不同染色體分配到不同配子的能力不同（如前面提到的着絲粒大的染色體容易分配到卵細胞中），也可以由於一個等位基因對另外一個等位基因的修改引起（如歸巢內切酶），還可以由細胞質遺傳引起等。
實際上，這裡的細胞質遺傳介導的基因驅動給我們提供了一個新的基因驅動的手段。我們可以通過在細胞質中導入可穩定存在且自我複製的基因元件，賦予細胞特定的性狀或者參與調控細胞的活動。這種方式最大的優點是可以通過細胞質遺傳而穩定的存在和擴散。
三、CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術和應用
前面我們講了C.F. Curtis開創性地在理論上提出基因驅動以及後來眾多科學家圍繞各種「自私基因」開展的基因驅動技術的嘗試。各種技術都有其固有的巨大缺點，如轉座子的位點特異性差；歸巢內切酶的切割位點太過專一，可改造性差；減數分裂驅動基因缺乏自我複製性，其在種群內的擴增只能是線性的；沃爾巴克氏體介導的基因驅動可改造性也不強（需要注意的是：細胞質遺傳介導的基因驅動具有比較大研發空間）等。然而，這所有的一切似乎都隨着CRISPR/Cas9技術的橫空出世變得無關痛癢了，因為CRISPR/Cas9技術目前已成為了基因驅動快速發展的風火輪，真正讓基因驅動煥發新生！可以說，任何有CRISPR/Cas9技術的實驗室都可以利用該技術進行基因驅動的研究（倫理和安全措施足夠的情況下，這在後面再討論）。關於CRISPR/Cas9技術（圖6），還不了解的讀者可以查看參考文獻中Jennifer A. Doudna的兩篇文章[10] [11]，也可以查看《現代遺傳學教程》第3版296頁[20]，這裡只是簡單提及。
圖6. CRISPR/Cas9工作示意圖和應用[11]
（一）CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術
Cas9蛋白可以在針對靶位點設計的gRNA引導下，特異性切割DNA雙鏈，引起雙鏈斷裂，進而引發非同源末端連接或者同源重組修復（前文已經提及）。發生同源重組修復的時候，細胞可以以外源導入的具有上下同源臂的基因為模板進行修復，進而導致基因的插入或者切除等。CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術的精髓在於：將Cas9蛋白、gRNA和驅動基因放入同一個表達載體（同源臂在這個表達載體的兩端，同源臂也可以包含驅動基因信息）。可以想象，gRNA引導Cas9蛋白產生雙鏈缺口後，上下同源臂介導其中間序列插入雙鏈缺口，從而實現了Cas9蛋白、gRNA和驅動基因一整套系統的複製。當純合個體和野生型個體雜交形成雜合體，純合個體來源的染色體可以表達出CRISPR/Cas9系統，將Cas9蛋白、gRNA和驅動基因整體插入野生型來源的雜合體，從而實現純合化（圖7）。這一進程按照這樣的方式一直進行下去，將以指數增長的形勢擴增驅動基因（圖1下）。
圖7. CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術示意圖[12]
雖然CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術在CRISPR/Cas9技術出現後不久就有人在理論上提出，但是在實踐方面，第一個吃螃蟹的人是加州大學聖地亞哥分校的Valentino M. Gantz 和Ethan Bier教授。這兩位教授的文章在2015年3月19日的《Science》期刊上發表，引發一片轟動，三個月後便有20多位著名科學家在《Science》上署名號召謹慎評估和開展CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動實驗。美國科學院為此還專門召開了討論會。在開始介紹Valentino M. Gantz 和Ethan Bier實驗之前，我想先介紹一下他們對該技術的命名。他們把該技術稱為Mutagenic Chain Reaction（MCR），名字來源於大家熟悉的Polymerase Chain Reaction(PCR)。光從名字就知道該工作的重要意義，PCR通過循環在試管內擴增特定基因，而MCR通過世代傳遞（實際也是生命周期循環）在種群中實現特定基因的擴增。相同的是兩者都是指數級擴增！Valentino M. Gantz 和Ethan Bier通過圖8所示的實驗證明了MCR的可行性。通過構造圖8c中的載體，注射進入果蠅野生型胚胎，記為F0（有雄有雌），如果yellow MCR construct成功插入胚胎細胞X染色體，果蠅將為黃體（圖8G），否者果蠅將為棕體(圖8I)。而後將雄雌分別和野生型雌雄雜交產生F1，用黃體F1雄性和野生型雌性雜交產生F2（圖8E和F）；用黃體F1雌性和野生型雄性雜交產生F2，F2黃體占比達97%（圖8E）。PCR結果也證實了發生了yellow MCR construct插入。實驗中出現了一些嵌合體，如圖8.H為左右側嵌合，可能由於非同源末端連接導致的識別序列改變，引起gRNA識別能力下降而導致。按照孟德爾遺傳F1雌性應該全部為棕色體，黃色體F1雌性和野生型雄性雜交產生F2雄性應該為黃體：棕體為1:1，但實際上結果F1雌性出現黃體，F2黃體占比達97%，可見MCR確實可以起到擴散基因的作用[13]。
圖8. MCR可行性證明[12]
（二）CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術的應用
CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術一經證明可行，在科學界引起一片轟動，各種基於CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術的應用接連不斷地被創造。
1、瘧疾控制
基因驅動提出的初衷就是為了疾病的控制，特別是瘧疾。長久以來，有關基因驅動的實踐也很多是集中在病蟲害控制上面，特別是控制按蚊傳播瘧疾。於是導致很多人一聽到基因驅動，下意識就會想起蚊子和瘧疾。來自帝國理工學院的Nikolai Windbichler等人通過CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術靶定雌性按蚊生殖的三個必需基因。通過和前面介紹的類似方法（圖9a）插入基因驅動系統到目標基因中，破壞目標基因，引起雌性按蚊生殖能力的減弱，從而使得按蚊後代數目迅速減少，達到消滅瘧疾寄主的目的。通過測定各種基因型雌雄的適合度以及CRISPR/Cas9系統將雜合體變為純合體的效率等參數，採用計算機隨機實驗的方法作出了預估的基因頻率變化曲線（圖9下，黑線為模擬的平均，灰線為隨機模擬試驗）。並通過將轉基因雜合體和野生型各半的按蚊混合進行籠子實驗，統計後代實際的基因頻率（圖9下紅線），最終發現CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動能顯著影響種群基因頻率[13]。
圖9. CRISPR/Cas9介導的基因驅動技術控制性別比例原理和結果[13]
理論上來說，有了CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動再加上各種針對按蚊傳播瘧疾的有關基因作為靶點，其實能形成許多不錯的成果。這些靶基因可以是影響生殖能力的基因，也可以是提高蚊蟲抗瘧原蟲寄生能力的基因，以及可以是影響瘧原蟲從蚊到人傳播的基因等。
2、基礎研究
CRISPR/Cas9介導的基因驅動技術除了應用於疾病控制，其在基礎研究方面的應用也非常具優勢。在這裡舉一個例子：哈佛大學的George M. Church和 James J. Collins等人通過CRISPR/Cas9介導的基因驅動技術來研究基因之間的相互作用。在研究基因功能的時候，是否一個基因敲除表現出一定性狀，那麼該基因就是對應該功能？如果沒有表現出一定的性狀，那麼該基因是否就沒有該功能？答案是否定的。生物體中有很多相似的基因以基因家族的方式存在，敲除一個基因可能會有同一家族的其它基因補償其作用（植物體中比較明顯）。再者，基因與基因之間的相互作用方式非常複雜，單個基因的敲除往往難以直接出現可觀察性狀。於是多個基因同時敲除的技術對於研究基因功能和基因-基因相互作用尤為重要。對於大規模的研究，比如我要研究100個基因之間的兩兩相互作用，那麼傳統上我需要做10000次雙敲除。通過CRISPR/Cas9介導的基因驅動技術則可以大大減少勞動力成本。
圖10. CRISPR/Cas9介導的基因驅動技術研究基因-基因相互作用原理[14]
研究人員通過在單倍體白色念珠菌（Monilia albican）中導入CRISPR/Cas9介導的基因驅動系統，不同菌株利用CRISPR/Cas9敲除不同基因。而後將不同菌株雜交形成二倍體，通過不同菌株的基因驅動系統的互補性（比如說A菌株可以敲除B菌株的m基因，而B菌株可以敲除A菌株的n基因），從而獲得二倍體白色念珠菌的雙基因m和n敲除的純合體。如此一來，只需要做100次基因敲除便可以研究100個基因兩兩之間的相互作用[14]。
CRISPR/Cas9介導的基因驅動技術用於基礎研究才剛剛開始，新的角度和成果將不斷湧現，特別可能在種群基因庫結構和進化的研究中得到極大的應用。
四、野外基因驅動技術實現的可能性
前面敘述的基因驅動的成果都只是在實驗室小範圍的試驗得出的。那麼當基因驅動真正用於野外大規模試驗的時候，基因真的能被驅得動嗎？
就拿CRISPR/Cas9介導的基因驅動技術來說，當其在野外使用的時候，實際上會由於很多方面的原因而對基因驅動產生抗性。如野外種群中被靶定的基因可能具有較大的序列多態性，有可能gRNA無法識別而引導Cas9進行切割（雖然gRNA也有一定的容錯性）。也有可能由於Cas9蛋白切割產生雙鏈缺口後，非同源末端連接的比例較大，而這種修複方式導致了gRNA識別區域的鹼基插入或缺失，同樣會影響識別。再者，自然選擇和基因漂變也將和前面這些影響相互作用共同影響基因驅動的效果。
究竟這些因素起的抗驅動作用的影響有多大，哪些是主要因素，哪些是次要因素？康奈爾大學的Philipp W. Messer等人通過複雜的（數學的、計算機模擬的）方法給出了他們的答案。他們通過建模，綜合考慮了自然選擇、基因漂變、基因變異、非同源末端連接、基因驅動的適應性代價、驅動基因的效率等因素對基因驅動效果的影響。研究表明，在野外試驗進行基因驅動時，如果非同源末端連接不能被有效抑制或者產生驅動抗性的適應性代價低於驅動的適應性代價，那麼對基因驅動系統抗性的產生是幾乎必然的。對抗性產生速率影響最大的是非同源末端連接的效率。相比之下基因驅動效率（將雜合子變為純合子）、適應性代價等因素影響不大[15]。
我們在講帝國理工學院的Nikolai Windbichler等人通過CRISPR/Cas9介導的基因驅動技術滅蚊的時候，其小組通過將轉基因雜合體和野生型各半的按蚊混合進行籠子實驗，統計後代實際的基因頻率（圖9下紅線）。通過統計到第四代，發現基因驅動能夠顯著提高驅動基因頻率。他們後來在《PLOS GENETICS》的另外一篇文章中發表了將這些蚊子培養到25代的結果（圖11）。結果發現在經過開始的數代驅動基因頻率增高后，基因頻率持續下降（紅線為模擬預測、黑線為實驗結果）[16]。這說明在後續培養中，蚊子確實對基因驅動產生了很強抗性，並且由於基因驅動導致的插入嚴重損害雌性的生育能力，所以這些有抗性的蚊子被顯著的正選擇。進一步的測序結果表明，這些抗性的產生是由於CRISPR/Cas9系統識別靶位點後切割產生雙鏈缺口，發生非同源末端連接引起鹼基的插入和缺失、破壞了gRNA的識別能力而引起的（圖中紅色表示鹼基的插入和缺失）。
圖11.按蚊籠子基因驅動實驗25代結果[16]
康奈爾大學的Philipp W. Messer等人運用計算機方法對基因驅動抗性進行評估的同時，也採用實驗手段證明了不同遺傳背景對基因驅動效果也產生了較大影響，同時採用分子標記追蹤抗性產生於哪個階段以及如何擴散，從而給出了圖12的模式圖，表明受精前後都可以形成抗性（圖12）[17]。
綜合來說，要想真正在野外實現基因驅動，需要滿足這些條件：首先，需要作用的對象進行有性生殖（有交配才能實現基因快速擴散）；再者，需要作用的對象有一個比較短的生活周期（生活周期過長則達到基因固定的時間太長）；最後，需要一個高效率的基因驅動系統（如驅動基因的純合效率，高比例的同源重組修復等）[18]。Valentino M. Gantz 和Ethan Bier教授的MCR技術中使用的果蠅其實就是特地挑選了同源重組修複比例高的品系。
圖12.基因驅動抗性產生的各種模式[17]
五、基因驅動的安全防範措施
之所以Valentino M. Gantz 和Ethan Bier教授的MCR技術一出現便引發如此大的轟動，是因為一方面人們看到了基因驅動新的前景和未來，但更多的是對於該技術的簡易性和大規模應用的可能帶來的生態後果的擔心。假設現在基因驅動已經克服了前面所提到的障礙，那麼野外實驗在短期和長期上會造成什麼後果？這還很難說。但對於同樣很難說清楚後果的轉基因，公眾已經形成非常深的誤解和擔憂了。現在，卻要轉入能夠自行擴散的基因，公眾的反應便可想而知。是否基因驅動系統會造成種群基因庫的單一性，降低種群的適應性？是否基因驅動系統會在物種間水平轉移導致人類不孕不育？是否基因驅動系統會進化成死亡基因的開路將軍？結果不得而知。在我們進行更深入的測評之前，應該禁止一切野外基因驅動實驗。在實驗室進行小規模試驗的時候，也應該像倫理審查一樣有嚴格的程序和防範措施（表1）。表1是前文提到的20多位科學家在《Science》上署名呼籲謹慎進行基因驅動研究的文章中提出的防範措施。防範措施在各個水平上都有，如分子水平可以將Cas9蛋白放在同源臂外端，使Cas9基因不會隨同源重組修復而插入新的基因組（如圖10）；也可以將gRNA識別的序列限定在試驗細胞所特有的序列上，使野外群體的序列不會被識別；在生態學水平上，可以通過「地域隔離」的方法，在試驗物種棲息地意外的地方進行試驗，這樣即使泄漏，也不能生存或者擴散。也可以通過生殖隔離的辦法，採用不能同野生型進行交配和繁殖的試驗株系進行基因驅動實驗。也可以採用物理隔離的方法，如防護罩等[2]。
表1基因驅動研究防範措施[2]
但萬一含有基因驅動系統的生物從實驗室跑到野外並開始擴散開來，對原有的生態結構造成一定衝擊，那我們該怎麼辦？斯坦福大學的Xiaojing J Gao等人為我們提供了一個解決的思路（圖13）：Cas9引發的鏈式Cas9刪除（Cas9-triggered chain ablation of cas9，CATCHA）。該方法引入一個以Cas9基因序列為同源臂，靶定Cas9基因的gRNA載體。當該載體在含有Cas9蛋白的細胞中表達，其gRNA會靶定靶定Cas9基因，並在內源性Cas9蛋白的介導下切割Cas9基因，利用同源重組，實現自身gRNA的複製和插入，從而可以擴散而在種群中使個體的Cas9蛋白失效[19]。
圖13. Cas9引發的鏈式cas9刪除原理[19]
行文至此，可以說已經按照我最初的設定，圍繞基因驅動的提出、CRISPR/Cas9技術出現以前的基因驅動嘗試和原理、CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術和應用、野外基因驅動技術實現的可能性以及基因驅動安全防範措施這五個方面對基因驅動做一個儘可能詳細的介紹。幾十年前，基因驅動是很多人想做但做不成的事情；現在基因驅動是很多人做得成但是不敢做的事情。CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術才剛剛興起，可以利用該技術做的事情還有很多，無論是病蟲害防治還是基礎研究。雖然在我們對大規模試驗進行更深入的測評之前，應該禁止一切野外基因驅動實驗。但不能因噎廢食，應該鼓勵在實驗室進行基因驅動的研究，只是在研究過程中，也應該像倫理審查一樣有嚴格的程序和防範措施，這正是生命倫理學所倡導的科學發展倫理觀。未來，CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動技術可能會在以下這幾個方面得到更好的發展：病蟲害防治的試驗和應用；野外大規模基因驅動動力學的研究；CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動的改進，如提高Cas9蛋白切割後同源重組修復的頻率；CRISPR/Cas9技術介導的基因驅動的應用拓展，如用於種群基因庫和進化的研究；與基因驅動有關的安全防範技術和倫理學。
可以說，基因驅動，方興未艾，未來大有可為！
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註：本文第一作者系中山大學生命科學學院2015級本科生。
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